第一节 术前准备
术前准备是指实验人员在进行动物手术之前所作的一系列准备工作，主要包括手术环境的准备、器械和物品的准备、实验动物的准备及实验人员自身的准备。
一、手术环境的准备
（一）手术室的准备
手术室的建筑应依据实验动物室的性质、规模、任务而定。手术室与动物饲养间、动物观察室相邻，以便动物的接送、观察。手术室内应安装有紫外线灯、动物手术台、输液架、手术无影灯、动物麻醉机、呼吸机、吸引器、升降器械桌等设备。
手术室平时要进行定期清洗、消毒，每次手术后应立即清洗地面，擦洗手术台、器械台。手术的前一天要将动物手术室彻底地打扫干净，可用2%的来苏水、5%石炭酸或84消毒液（按1：200）稀释等进行地面的擦洗和喷洒消毒。手术前1h要打开电子灭菌灯或紫外线灯（距地面3m内）进行空气消毒。
（二）手术设备仪器的准备
对一些手术中需要使用的仪器设备，动物外科实验室应尽量配备齐全。条件有限的情况下，至少应配置用途广、通用性强、经常使用的基本设备，以保证实验按计划按质量进行。常用的基本设备包括：①常规设备，冰箱、恒温箱、离心机、天平、搅拌器等；②固定设备，动物手术台、手术显微镜、无影灯、器械台、麻醉台及麻醉用品、药品橱、敷料槽、吸引器、输液架、氧气瓶、电子秤、注射用具等；③检测设备，测定动物生理、生化、生物电和器官功能指标的各种分析仪器和描记仪，如半导体测温计、心电图机、动物血压表、多导生理记录仪等；④其他设备，心血管手术器械和体外循环装置等。
二、手术器械、物品、敷料的准备
（一）手术器械的准备
1.手术刀用于切开皮肤和脏器。根据手术部位及性质的不同，可使用不同型号的手术刀柄和刀片。
2.手术剪用于剪断软组织和分离组织；还可用剪刀的尖端插入组织间隙，撑开分离疏松的组织。
3.手术镊用于夹住和提起组织，以便于分离、剪断或缝合，有齿镊常用于夹持较坚韧的组织；无齿镊常用来夹持较脆弱的组织。
4.止血钳用于止血和分离组织。常用的有直式、弯式和蚊式3种。直式止血钳主要用于浅层血管止血、分离组织、牵引缝线等；弯式止血钳主要用于深部组织及内脏的止血；蚊式止血钳常用于精细的止血和分离组织。
5.持针钳用于夹持缝合针。
6.缝合针缝合不同的组织，可选用不同的缝合针。缝合皮肤及厚大肌肉时，常用三棱大弯针；缝合胃、肠、子宫、腹膜时，常用圆形弯针。
7.缝线包括丝线、肠线、棉线、金属线等。以丝线较为常用；金属线多用于骨外科。
（二）物品的准备
包括无菌服、手套、口罩、治疗巾的准备和消毒剂、麻醉药、急救药及敷料的准备。
1.无菌服的准备将洗涤干净的无菌服折叠，打包，高压灭菌后放入准备间备用。
2.手套、口罩的准备将橡胶手套撒上滑石粉，装入手套皮，经高压灭菌备用；将消过毒的口罩放入准备间。
3.治疗巾的准备治疗巾用以遮盖手术野四周的皮肤。将治疗巾折叠，打包，经高压灭菌备用。
4.消毒剂的准备70%的乙醇、3%的碘酊、新洁尔灭、20%的软皂液、消毒灵等。
5.麻醉药的准备戊巴比妥纳、硫喷妥纳、乌拉坦等。
6.急救药的准备阿托品、多巴胺、回苏灵、去甲肾上腺素、尼可刹米等。
7.敷料的准备即将纱布、纱布垫、绷带、棉花球等打包高压灭菌。
（三）器械、物品、敷料的消毒
消毒是指杀灭病原微生物和其他有害微生物。常用的消毒方法有如下几种。
1.煮沸法适用于金属、玻璃器械、缝合材料或橡皮手套的灭菌一般煮沸20～30min即可。
2.高压蒸气法适用于布类、敷料、手术衣、帽及器械的灭菌。一般用高压蒸气灭菌器121℃，灭菌30min。经高压灭菌后的消毒包应在冷却后取出，经干燥箱干燥后使用。
3.化学药品消毒法一般手术器械可用0.1%的新洁尔灭溶液浸泡1h；缝合线常用甲醛或75%的乙醇浸泡30min。
三、实验动物的准备
（一）实验动物的选择
选用实验动物首先要考虑动物的健康状况，健康状况不佳的动物不但会影响实验结果，也会增加术后的死亡率。其次，要考虑动物的种属行为、生理特性及动物的体积大小。最后，还要考虑实验研究的设备条件和实验人员的经验。
（二）术前动物的适应性饲养与禁食
1.为了增加动物对手术的耐受力和实验结果的可靠性，术前应将动物置于新的实验环境进行饲养1～2周，以便动物能适应新的环境、饲料和饮水等。
2.为避免麻醉和手术过程中发生呕吐或误吸，大动物如猫、犬、猪等，术前8～24h应禁食，术前6h应禁水。啮齿类动物和家兔术前不需禁食、禁水，但若实行胃肠道类手术应禁食24h。对于时间较长和创伤较大的手术，在禁食后和禁水前可供给一定量的5%的葡萄糖和0.3～0.5%的氯化钠溶液饮用，以补充能量。
（三）动物的抓取与固定
正确的动物抓取与固定技术可减少动物应激反应程度，避免动物受到伤害，同时也可以避免研究人员被动物咬伤或抓伤。非麻醉动物只有在固定状态下才能接受注射、胃饲或采取标本等处理。动物的抓取与固定方法在前面章节已有详细介绍，此处不再赘述。
（四）动物的麻醉
麻醉的主要目的是消除实验动物在术前的捆绑皮肤脱毛消毒和实验过程中所致的疼痛和不适感觉，保障动物的安全，使动物在实验中服从操作，确保动物实验的顺利进行。动物的麻醉有局部麻醉和全身麻醉。局部麻醉有表面麻醉，浸润麻醉和阻断麻醉等方式，使用最多的是浸润麻醉。全身麻醉又有气体吸入和注射麻醉2种方式。麻醉方式和麻醉剂的选用，因实验目的动物的种类日龄和动物健康状况不同而异。选择适当的麻醉方式有助于动物实验的顺利进行，获得满意的实验结果。
（五）手术体位与视野准备
1.一般情况下，多数动物手术时取动物背卧位，即用绳带将动物四肢拉直系于手术台的四角。四肢不宜过伸，捆扎不能过紧，以免影响动物的呼吸和肢体的血液循环。通常将背卧位动物的头部偏向一侧，或将舌提出口腔外，以免舌根后坠影响呼吸或呕吐误吸。有时为了更好显露手术野或适应不同类型的手术需要而取侧卧位或腹卧位。
2.进行无菌手术时，手术视野准备应用1%碘伏由手术区的中心部向四周涂擦。如是已有感染的切口，则应由较为清洁处涂向患处。涂擦时，纱布要夹牢，不要使其在涂擦过程中散开。涂擦的面积大体上与剃毛区域相仿，且大大超过实际手术所需要面积的3～10cm，以便临时延长切口或更换切口之用。手术区域一般以消毒3次为宜，且第三次要更换消毒钳。
3.对于小动物可在其手术台上进行皮肤被毛的剃除。先用剪毛剪剪去或电动推剪剃去被毛上层针毛，也可直接用脱毛剂脱去被毛，再用肥皂水清洗湿润留下的绒毛，然后用剃须刀片沿顺毛方向慢慢刮除绒毛，剃毛区域要大于手术区域2～3cm以上。使用剪毛剪剪毛时，要小心勿伤及皮肤。使用脱毛剂时，要注意防止皮肤过敏。
四、人员的准备
1.接受相关训练实验人员在开始动物手术之前，应先了解有关的法律法规，并从人性的角度了解动物的管理和饲养，动物的行为及习惯。任何实验均应以尽可能少的动物获取最广泛的信息，而不增加动物机体的痛苦或负担。同时还必须熟悉动物的解剖结构及生理特征，具备熟练的动物麻醉技术和手术操作技术。
2.无菌技术准备原则上，实验人员进行动物手术之前必须进行严格的无菌准备工作，手术人员手术前，应先在准备室换穿无菌服，戴好口罩。用消毒液洗净手后戴上无菌手套。对于急性或非恢复性的手术，术中或术后立即处死动物，实验人员仍应穿无菌服，戴无菌手套。
第二节 动物外科实验基本操作方法
一、外科实验的技术要求
外科实验的操作技术要求是稳、准、轻、快。
1.稳即平稳，包括动物麻醉的稳定和操作上的稳。通过麻醉使动物处于平稳安静状态，便于手术操作。而手术人员操作时应做到心中有数，整个手术过程有条不紊。
2.准动物的大体解剖必须掌握，对所要找组织、器官必须准确。外科手术时，每一个操作步骤都要准确无误，尤其是解剖血管、神经时不能有半点差错。
3.轻做外科手术时要轻巧，手术过程中用力猛操作粗暴特别容易引起严重的组织损伤。特别是在显微外科操作中，操作的对象往往是微小的组织如小血管、淋巴管和神经组织，所使用的器械和缝线也都非常精细。镜下操作需要严格的眼手配合，粗暴的动作可能损伤这些组织或折断缝针或缝线。
4.快即头脑反应灵敏和手术进程快。术中出现某些意外情况时，要当机立断，迅速做出决定，处理问题。在稳、准、轻的前提下，尽快缩短手术时间，尤其在器官移植实验中，为了保证供体器官的质量，必须以最快的速度获取供体器官，以缩短取供体器官的缺血时间。
二、外科实验基本操作技术
动物外科手术基本操作技术包括切开、分离、止血、打结、缝合和换药等。这些基本技术几乎在所有动物外科手术中都要用到。开展动物外科手术，必须要掌握这些基本技术。
（一）组织切开、分离、暴露与止血
1.组织切开一般应依据实验目的的要求确定手术切口的部位和大小，并根据切口部位的不同采用不同的执刀方式，常用的执刀方法有三种。切开前应先将切口部位的皮肤拉紧。手术时，刀刃与切开的组织垂直，组织要逐层切开，切口应整齐而不偏斜。尤以沿皮肤纹理或各组织的纤维方向切开为佳。避免损伤深层重要组织及器官。
2.组织分离分离的目的在于充分暴露深层的组织或血管，便于手术操作。常用分离方法有2种：①用手术刀或剪做锐性分离，用直接切割的方式将组织分离。适用于皮肤黏膜各种组织的精细解剖和紧密粘连的分离。②用止血钳、手指或刀柄等将组织推开或牵拉开的钝性分离。该方法多用于皮下组织肌肉筋膜间隙等疏松组织的分离。一般情况下，肌肉的分离应顺肌纤维方向做钝性分离。若需要横行切断分离，应在切断处上下端先夹2把血管钳，切断后结扎两断端以防止肌肉中血管出血。神经、血管的分离应顺其平行方向分离。要求动作轻柔，细心操作，不可粗暴，切忌横向过分拉扯，以防断裂。
3.暴露暴露是指将手术部位采取一定的手段进行充分有效的暴露，是手术顺利进行的前提条件。成功的手术，手术部位必须得到充分地暴露；一旦暴露欠佳，不仅增加手术的难度，还是造成实验失败的重要原因。
4.止血止血是手术操作中的重要环节。完善的止血不仅可以防止继续失血，还可以使术野清楚地显露，有利于手术的顺利进行。手术过程中止血成功与否，直接关系到术后动物的安全切口愈合的好坏等，所以对组织切开、分离过程中所造成的出血必须及时止血。常用的止血方法有压迫止血法、钳夹止血法、结扎止血法、药物止血法、烧烙止血法等。
（1）压迫止血法用灭菌纱布或棉球压迫出血部位，多适用于毛细血管渗血。止血时，将纱布或棉球用温热生理盐水打湿拧干后，按压在出血部位片刻即可，对于较大血管出血时可先用压迫止血法后再以其他方法止血。
（2）钳夹止血法用血管钳的尖端垂直夹住出血血管端。小的血管出血经钳夹，放松止血钳可不再出血。大的血管出血，应钳夹后再用结扎法止血。
（3）结扎止血法结扎止血法为常用的可靠的止血方法。结扎止血法又可分单纯结扎止血法和贯穿结扎2种。
1）单纯结扎止血法：用丝线绕过止血钳所夹住的血管及组织而结扎，适用于一般部位经压迫止血无效或较大血管出血的止血。出血点用纱布压迫蘸吸后，迅速用止血钳尖端逐个夹住血管断端，要夹准、夹牢。结扎时，先将血管钳尾竖起，将结扎线绕过钳夹点之下，再将钳放平后钳尖端稍翘起，打第一个结时，边扎紧边轻轻松开止血钳，完全扎紧后，再打第二个结。
2）贯穿结扎止血法：将结扎线用缝针穿过所钳夹组织（勿穿透血管）后结扎。常适用大血管出血防止结扎线滑脱。其常用方法有“8”字缝合结扎法和单纯贯穿结扎法2种。
A。“8”字缝合结扎法B。单纯贯穿结扎法
（二）缝合、打结、拆线与换药
1.缝合缝合是将已切开的组织或器官进行对合或重建其通道，恢复其功能。不同部位的组织器官，需采用不同的方式方法进行缝合。常用的缝合材料有丝线、肠线和尼龙线。常用缝合方法有以下几种。
（1）间断缝合（结节缝合）将缝线穿过切口内侧边缘即行打结。各缝线间距离0.2～2.0cm。该法的优点是当组织有感染或缝线脱落断裂时，不影响邻近缝线，尤其适用于有感染的创口缝合。常用于皮肤、皮下组织、黏膜或筋膜的缝合。
（2）连续缝合于切口的一端开始，先做一间断缝合后不剪断线，用同一缝线做连续缝合至切口的另一端再行打结。在最后打结时，缝针穿出后线头应留在最后一个结节的另一边，作为打结依靠用。优点是操作省事，缝合迅速，打结少，止血效果好。缺点是一旦缝线一针不紧，则造成全创口松动，甚至裂开。常用于腹膜及胃肠道吻合口内层缝合。
（3）毯边缝合（交锁缝合）缝合方法和连续缝合基本相似。但在缝合过程中每次将缝线交锁。操作省时，止血效果好。多用于胃肠手术吻合口后壁内层缝合。
（4）浆肌层单缝合缝线分别穿过切口两侧的浆膜及肌层即行打结。这样可使部分浆膜内翻对合。用于胃肠道的外层缝合，缝合时要根据解剖层次分层进行缝合，不要遗留残腔；缝针的入孔和出口要对称，距创缘0.5～1.0cm；缝线的松紧要适宜；对较长的切口，可在切口中点先缝合1针，将切口分成相等的两段，顺次进行，这样可使切口缘对合整齐，减少吻合口的皱褶。
2.打结正确而牢固的打结是结扎止血和缝合的重要环节，熟练地进行打结可以缩短手术时间。
正确的扣结种类包括方结、外科结、三重结；不正确的扣结有假结、滑结，假结、滑结，是打结中最忌的，必须避免。
（1）方结用于一般结扎止血和各种缝合的结扎。结扎时两端均必须用力均匀，避免形成滑结。
（2）外科结结扎第一道时，两线重复交叉两圈，第二道线亦如方结。此种结因第一道结线绕两圈，摩擦面增大，不易松开。常用于结扎大血管。
（3）三重结用于重要组织和大血管的结扎。在方结基础上再增加一道结扎。
3.剪线及拆线
（1）正确的剪线方法用张开的剪刀尖沿着拉紧的结扎线滑至扣结处，再将剪刀稍向上倾斜一些，然后剪断。
（2）拆线是指拆除皮肤上的缝线。拆线时，先将线结及周围皮肤消毒，然后用有齿镊夹住线结向上向对侧提拉使埋在组织内的缝合线外露，再用剪刀刀尖伸向结内并剪断，拉出线结。再用消毒剂涂缝线孔或用敷料保护。
4.换药动物做较长时间实验时，术后切口需要定期清洗和更换敷料，以免感染。换药前应准备好器械和材料。换药时应严格进行无菌操作，先消毒切口周围皮肤，然后小心清除切口周围积存物，最后消毒后盖好敷料。
三、外科实验基本手术方法
在动物实验过程中，常需要暴露气管、颈总动脉、颈外静脉、股动脉、股静脉，并做相应的插管，以及分离迷走神经、股神经等。
（一）兔、犬颈部手术
现以兔为例，其基本步骤如下。
1.兔背位固定于手术台上，颈部剪毛、消毒。
2.麻醉可选用1%的普鲁卡因局部浸润麻醉，亦可用20%的乌拉坦做全身麻醉。
3.颈部分离
（1）气管暴露从甲状软骨处沿着颈部正中线向下至胸骨上缘做一切口（兔4～6cm、犬8～12cm），再用止血钳钝性分离正中的肌群和筋膜即可暴露气管，分离食管与气管，在气管下穿一条粗线备用。
（2）颈总动脉分离正中切开颈部皮肤及皮下筋膜，暴露肌肉。此时可见颈中部位有两层肌肉。一层与气管平行，复于气管上，为胸骨舌骨肌；其上还有一层肌肉呈“V”形走向左右两侧分开，为胸锁乳突肌。用镊子轻轻夹住一侧的胸锁乳突肌，用止血钳压在两层肌肉的交接处（“V”形沟内）将其分开，在沟底部即可见到有搏动的颈总动脉鞘。用眼科镊子轻轻剥开鞘膜，避开鞘膜内神经，分离出颈总动脉，在其下穿2根线备用。
（3）颈部迷走神经、交感神经、减压神经分离在颈部找到动脉鞘后，将颈总动脉附近的结缔组织薄膜镊住，并轻轻拉向外侧使薄膜张开，即可见到薄膜上的数条神经，其中最白、最粗，位于颈总动脉外侧的为迷走神经；呈浅灰色、稍细，位于颈总动脉内侧的是交感神经；细如头发，位于迷走神经和交感神经之间的为减压神经。将神经分离2～3cm长后，穿细线备用。
（4）颈外静脉暴露颈部正中切口后，用手指从皮肤外将一侧组织顶起，在胸锁乳突肌外缘，即可见粗而明显的颈外静脉，分离3～4cm后，穿2根线备用。
4.气管插管术在颈部切开、分离的基础上，暴露气管后，在气管的中段，于两软骨环之间，做一“T”形切口，切口不宜大于气管直径的一半。用镊子夹住“T”形切口的一角，将适当口径的气管插管向心端插入气管内，用粗线扎紧。再将结扎线固定于“Y”形气管插管分叉处，以免脱落。
5.颈总动脉插管术分离到颈总动脉3～4cm后，穿2根线绳备用；接着，从耳缘静脉注射肝素（按1000U/kg体重）以防凝血；再选择粗细合适的动脉插管，内充满肝素并排尽气泡后备用。开始结扎血管，先提起动脉下的一根丝线结扎动脉的远心端，再用动脉夹将血管的近心端夹住，然后在紧靠头端结扎线的稍下方，用小指轻轻托起动脉，并用眼科剪在动脉上做一45°的斜向切口，切口大小应小于管径的一半。最后将准备好的血管插管由切口处向心端插入动脉内，用另一根丝线结扎固定插管的尖端，同时，将上述头端的结扎线也固定在插管上，并将2组线系在一起，以免滑脱。
（二）兔、犬股部手术
现以兔为例，其基本步骤如下。
1.兔背位固定在手术台上，腹股沟部剪毛消毒。
2.用手指触摸股动脉搏动，并辨明其走向，在该处做局部麻醉，并做方向一致长4～5cm 的切口，用止血钳分离肌肉及深部筋膜，便暴露出腹三角区。股动脉、股静脉、股神经即由此三角区通过。
3.用止血钳轻轻地首先分出股神经，然后分离股动、静脉间的结缔组织，清楚地暴露股静脉、股动脉，分别分离2～2.5cm长，穿细线备用。注意不要损伤股动脉分支。
4.股动脉插管术先对兔注射肝素，然后于股动脉的近心端用血管夹夹住，另一端用细线结扎，牵引此线在远心端结扎处剪开血管并向心端插入准备好的动脉套针或塑料插管，结扎固定后备用。
第三节 术后处理
动物外科手术成功与否，不仅仅是指手术本身是否顺利完成，良好的术后护理和术后各种情况的及时处理也是至关重要的。动物由于受手术的影响，使原来平衡的机体、功能状态发生一系列的变化，饮食等功能也受到了不同程度的影响。术后处理是指手术后24h 对动物所进行的护理、监测和治疗，也是保证手术动物的生命体征能够平稳、安全地恢复到正常范围的重要环节。
一、术后一般处理
（一）环境要求
术后立即将动物转移至恢复区，在完全清醒后才可送回动物室。动物室的环境要求清洁、安静、温暖、光线柔和。在动物麻醉尚未清醒时，要注意保暖，室温宜高些，可保持在25～30℃之间，低体温休克是动物实验后死亡的一个重要原因。很多实验者往往只注意手术本身和术后感染，却往往忽略了术后环境温度。
动物的垫料应柔软、吸水、无尘粒、对皮肤无刺激，并应经常更换、消毒，以保持动物皮肤和被毛干燥，防止手术部位的感染、化脓等。动物室的光线宜暗淡些，切忌强光照明，术后观察时，动作宜轻，严禁大声喧哗或出现尖锐的撞击声。动物室的通风设备应运转良好，以便及时排出动物呼出的二氧化碳及排泄物的异味。室内氨浓度不宜过高。
（二）饮食要求
术后动物未完全清醒时不给任何饮食，清醒后可以先喂水，然后给予食物。若消化道手术，要禁食3天并补液。术后动物食欲降低甚至丧失，应尽可能使动物恢复饮食，尽量饲喂高蛋白高能量饲料。有些暂时丧失了饮食功能的动物可用静脉输液或腹腔注射补液的方式补充一定的能量物质，以补充体力。但对于个体较小的大鼠、小鼠的脱水，当动物静脉补液难以进行时，也可采用腹腔补液。
（三）创口护理要求
术后创口一般用纱布或绷带固定，纱布或绷带的内面可涂适量敷料，有助于防止细菌感染。有引流管套管或瘘管要定时清洁。一般术后7～8天拆线，有感染可提前清创，更换纱布和绷带，并详细记录。
（四）特殊处理
有些实验需在术后做一些特殊处理，可根据研究设计方案进行。如果是器官移植实验，受体动物术后要使用必要的免疫抑制剂，如在膀胱结石生成实验研究中动物在术后饮水中要加1%乙二醇才能在膀胱的异物上形成草酸结石等。
（五）动物的处死
对于术后无需继续观察或收集资料的动物，以及实验结束后不再使用的动物应当处死。处死方法有很多种，较人道的方法有二氧化碳窒息、麻醉药物超量注射、颈椎脱臼及急性失血等。动物处死应遵循无痛苦或痛苦小、快速、安全、效果明显和便于操作等原则。
（六）动物护理记录
1.动物护理记录是实验研究原始文字材料的一部分，和X射线照片、病理切片、各种实验描记图等共同构成实验记录，最后集中归为实验档案。实验人员要及时、客观、准确、真实、完整、简明扼要的填写。实验记录主要包括以下三方面。
（1）标准动物、饲料的资料、凭证；试剂、消耗物品、仪器设备购入或维修记录。
（2）设施等动物实验条件的实际运行状态的记录。
（3）完整、真实的实验操作及结果。
2.具体的实验记录
（1）实验计划安排表。
（2）实验或手术方案。
（3）动物健康检查单或等级证明资料。
（4）动物体温记录。
（5）麻醉、手术、实验操作及结果记录。
（6）各种化验或检测原始报告装贴单。
（7）尸体剖检记录。
（8）动物手术及实验饲养环境的温度、湿度、噪声、落菌数记录。
（9）动物实验护理记录。
所有的实验记录都要有记录人及更改人的亲笔签名和签名时间，并对此负责。
二、术后监测
1.体温术后动物多处于低温状态。发生低温的原因有二：一是麻醉药物抑制体温调节功能和降低了动物的基础代谢率，使动物机体产热减少；二是手术野暴露和冰凉液体的使用使动物机体散热增加。低温可导致动物外周血管阻力增加，心肌收缩力量下降，组织利用氧的能力降低等。所以，术后应对动物体温实行监测，加强动物机体的保暖。一般情况下，术后动物体温较其正常体温低1～2℃，属于可耐受范围。动物体温监测方法分为中心体温监测和皮肤表面体温监测。
2.呼吸动物的呼吸频率及深度能大致反应呼吸系统功能状态。使用呼吸监测仪可测量动物的潮气量，潮气量低于10ml/kg即表明通气不良。
3.血压和心电图血压和心电图的监测均需要借助仪器完成，不是每一例手术都必须的。血压的监测有利于评估循环系统功能状态；心电图的监测有利于心率失常的诊断。
三、术后并发症的预防和处理
按照国家标准严格控制动物饲养观察室的环境条件，加强消毒防疫。要仔细观察实验动物术后有无并发症的异常表现，进行记录。清洁级以上动物的实验原则上不允许使用其他药物，以防影响实验结果。非屏障系统的实验动物术后要加强卫生防疫，尽量不使用抗生素等药物预防感染或治疗，如果使用了药物应详细记录。清洁级以上动物在实验后如发现发热、腹泻、呕吐或死亡等非正常表现时，应立即请兽医检查诊断，找出原因，处理病死动物，彻底消毒环境并重新进行该项实验。
